INTRODUCTION

Joghurt ist ein Milchprodukt, das durch Fermentation von Milch mit Lactobacillus spp. hergestellt wird. Wenn Probiotika in ausreichender Menge verabreicht werden, bieten sie dem Wirt gesundheitliche Vorteile und verbessern das mikrobielle Gleichgewicht (Fuller, 1989; Guarner et al., 2005). Probiotika sind also lebende, nicht-pathogene, freundliche Mikroorganismen, die im Mikroflora-Kompartiment des Wirts eine nützliche Rolle spielen (Schrezenmeir und de Vrese, 2001). Milchsäurebakterien (LAB) sind die wichtigste probiotische Gruppe von Mikroorganismen, insbesondere Lactobacillus sp., Bifidobacterium sp. und Enterococcus sp. (Klein et al., 1998). Die diätetischen und therapeutischen Eigenschaften von Milchprodukten werden durch probiotische Mikroorganismen bestimmt (Boor, 2001).

Joghurt ist eine potentielle Quelle für probiotische Lactobacillus spp. Der Nährwert von Milchprodukten wird durch probiotische Mikroorganismen und durch Stoffwechselprodukte erhöht, die bei der Fermentation entstehen. Der regelmäßige Verzehr von Joghurt reduziert die übermäßige Fettbildung in der Leber und fördert die Ausscheidung. Er ist auch für diejenigen notwendig, die an Herzkrankheiten, Arteriosklerose, Bluthochdruck und Entzündungen leiden. Der Magensaft, der durch die Wirkung des Joghurts abgesondert wird, führt zu einer hohen Verdauungsleistung. Die vorteilhafte Wirkung von probiotischen Mikroorganismen, insbesondere von Lactobacillus sp., die in Milchprodukten vorkommen, wurde nachgewiesen. Außerdem haben viele Forscher die Wirkung von probiotischen Mikroorganismen gegen pathogene Organismen mit verschiedenen Methoden untersucht (Mercenier et al., 2003).

Lactobacillen gehören zu den Milchsäurebakterien, deren primäres Fermentationsendprodukt Milchsäure ist. Sie sind kommerziell wichtige Bakterien, die aufgrund ihres „Generally Recognized As Safe“-Status (GRAS) sowohl in der Lebensmittel- als auch in der Nicht-Lebensmittelindustrie eine Vielzahl von Anwendungen finden. Laktobazillen wurden ausgiebig auf ihre Molekularbiologie hin untersucht, um ihre spezifischen nützlichen Eigenschaften zu verbessern (Pouwels und Leer, 1993).

Die Wirkungsweise von Probiotika beruht auf der Fähigkeit probiotischer Bakterien, Krankheitserreger im Darmepithelgewebe zu binden. Die antipathogene Wirkung von Probiotika besteht in der Produktion von Milchsäure, die den pH-Wert senkt und mit den von den Krankheitserregern produzierten Toxinen durch die Produktion von Wasserstoffperoxid und die Synthese von Bakteriocin interagiert (Corcionivoschi et al., 2010).

Ein wirksames probiotisches Produkt erfordert eine ordnungsgemäße Identifizierung und Charakterisierung der verwendeten Bakterienart. Die Auswahl von probiotischen Organismen, die therapeutisch und ernährungsphysiologisch hilfreich sein können, sollte auf spezifischen Eigenschaften beruhen (Fuller, 1989; Quewand und Vesterlund, 2004).

Das Ziel dieser Untersuchung war es, Joghurt aus verschiedenen Regionen Bangladeschs zu sammeln und die Laktobazillen durch bakteriologische sowie gattungsspezifische PCR zu identifizieren und ihre probiotischen Eigenschaften nach der Beeinträchtigung des pathogenen Bakterienwachstums zu analysieren.

MATERIALIEN UND METHODEN

Probensammlung und Isolierung von Milchsäurebakterien (LAB): Es wurden zwei Arten von Joghurtproben aus verschiedenen Supermärkten in Chittagong und Bogra in Bangladesch entnommen, die sauer (Probe M1, M2 und M3) und süß (Probe S2) schmeckten. Die Proben wurden sofort nach der Entnahme bei niedriger Temperatur (4°C) im Kühlschrank gelagert, um sie vor Kontamination und Verderb zu schützen. Der Lactobacillus spp. wurde aus den Joghurtproben durch entsprechende Verdünnung mit 0,9%iger Salzlösung isoliert. Die MRS (Man, Rogosa und Sharpe)-Brühe und die MRS (Man, Rogosa und Sharpe)-Agarmedien wurden für das Wachstum des Organismus verwendet. Der pH-Wert der Medien wurde auf 6,5 eingestellt. Die Platten wurden 48 Stunden lang bei 37 °C aerob bebrütet. Schließlich wurden die einzelnen Lactobacillus-Kolonien durch Beobachtung ihrer Koloniemorphologie und einiger biochemischer Tests wie Gram-Färbung, Katalase- und Oxidase-Test isoliert. Gut isolierte Kolonien wurden entnommen und zur Anreicherung von Lactobacillus bei 37°C in MRS-Bouillon überführt.

Identifizierung von Milchsäurebakterien (LAB) durch bakteriologische Analyse: Die Identifizierung erfolgte nach den in Bergeys Handbuch der systemischen Bakteriologie beschriebenen Methoden. Ohne anaerobe Bedingungen wuchsen alle Stämme gut auf MRS-Agar bei 37°C für 48 Stunden, um ein selektives Wachstum der Laktobazillen zu ermöglichen. Aus geeigneten Verdünnungen wurde eine repräsentative Kolonie entnommen und nach Gram-Färbereaktion, Kolonieerscheinung, Zellmorphologie, Katalase-Test, Oxidase-Test, Indol-Test, Methylrot-Test, Voges-Proskauer-Test, Zitratverwertungstest und Kohlenhydratfermentationsmustern, wie in Bergeys Handbuch (Hensyl, 1994) beschrieben, vorläufig als Laktobazillen identifiziert.

DNA-Extraktion aus Isolaten: DNA wurde aus 4 Proben, die aus Joghurt isoliert worden waren, nach der klassischen Hitze-Auftau-Methode (Salehi et al., 2005) extrahiert. Reine Bakterienkulturen aus MRS-Agar wurden in MRS-Bouillonmedium subkultiviert, von dem 1,5 ml Bouillonkultur in ein Eppendorf-Röhrchen gegeben und 5 Minuten lang bei 10.000 U/min zentrifugiert wurden. Danach wurde der Überstand verworfen und das Pellet gesammelt. Etwa 200 μl autoklaviertes deionisiertes Wasser wurden zum Pellet gegeben und durch Schütteln mit dem Finger aufgelöst. Der Deckel des Eppendorf-Röhrchens wurde mit einer sterilen Nadel durchstochen und das Röhrchen anschließend 10 Minuten lang im Wasserbad bei 100 °C gekocht. Unmittelbar nach dem Kochen wurde das Eppendorf-Röhrchen 10 Minuten lang auf Eis gelegt und dann 10 Minuten lang bei 10.000 U/min zentrifugiert. Anschließend wurden 100-150 μl Überstand mit bakterieller chromosomaler DNA aufgefangen.

Gattungsspezifische PCR-Amplifikation: Zur Bestimmung der Gattungszugehörigkeit aller 4 Isolate wurde eine PCR mit dem Lactobacillus-Gattungs-spezifischen Primer-Set LbLMA1-rev (5′-CTCAA AACTAAACAAAGTTTC-3′) und R16-1 (5′-CTTGTACACACACCG CCCGTCA-3′) durchgeführt, das von Dubernet et al. (2002) entwickelt wurde. Die PCR-Analyse wurde auf der Grundlage der intergenen Spacer-Region der 16-23S ribosomalen RNA durchgeführt, wie zuvor beschrieben (Dubernet et al., 2002).

Die Reaktionsmischung (20 μL) enthielt 1 μL (100 ng μL1) jedes Primers, der mit 10 μL 10× PCR Master Mix, 6 μL PCR-Wasser und 2 μL der Vorlage versetzt wurde. Die Laufbedingungen waren eine anfängliche Denaturierung bei 95°C für 5 Minuten, gefolgt von 30 Zyklen, bestehend aus einer Denaturierung bei 95°C für 30 Sekunden, einem Annealing bei 55°C für 30 Sekunden, einer Verlängerung bei 72°C für 30 Sekunden und einem abschließenden 7-minütigen Verlängerungsschritt bei 72°C. Die Produkte wurden bis zur Analyse bei 4°C gelagert. Die amplifizierten Produkte wurden einer Elektrophorese in 1%igen Agarosegelen in TAE-Puffer (40 mM Tris-Acetat, 1 mM EDTA, pH 8,2) unterzogen. Die Gele wurden mit Ethidiumbromid (5 μg mL1) gefärbt und unter UV-Transilluminator (Biometra GmBH, Deutschland) sichtbar gemacht.

Analyse der probiotischen Eigenschaften: Die probiotischen Eigenschaften wurden durch die Analyse der folgenden Tests bestimmt.

NaCl-Toleranztest: Zur Bestimmung der NaCl-Toleranz wurden isolierte Laktobazillen in MRS-Bouillon gezüchtet, die neun Reagenzgläser enthielt, die mit unterschiedlichen Konzentrationen von NaCl (1-9%) eingestellt waren. Nach 15-minütigem Autoklavieren bei 15 Ibs Druck und 121°C wurde jedes Teströhrchen mit 10 μl einer Lactobacillus-Kultur über Nacht beimpft und 24 Stunden lang bei 37°C anaerob bebrütet. Nach 24 Stunden Inkubation wurde das Bakterienwachstum mit einem Spektrophotometer bei 560 nm gemessen (Graciela und Maruia, 2001).

Gallensalztoleranztest: Die Wachstumsrate der Bakterienkulturen wurde in MRS-Bouillon bestimmt, die verschiedene Mengen (0,05, 0,1, 0,15, 0,3 und 0,5%) an Gallensalzen enthielt. Frisch hergestellte Kulturen wurden in das Medium beimpft (1%) und 24 Stunden lang bei 37°C unter anaeroben Bedingungen bebrütet. Dann wurde die optische Dichte jeder Probe mit einem Spektrophotometer bei 560 nm gemessen (Graciela und Maruia, 2001).

Bestimmung des optimalen pH-Werts für das Wachstum: Zur Bestimmung des optimalen pH-Werts für das Wachstum wurden 100 μl einer frischen Lactobacillus-Übernachtkultur in MRS-Brühe enthaltende Reagenzgläser mit unterschiedlichen pH-Werten von 4,0, 4,5, 5,0, 5,5, 6,0, 6,5, 7,0, 7,5 und 8,0 beimpft. Zur Bestimmung der Auswirkungen des pH-Werts auf das Wachstum wurden Acetatpuffer (pH -4, 4,5, 5, 5,5, 6, 6,5), Tris-HCl-Puffer (pH-7) und Boratpuffer (pH-8) verwendet. Die angeimpfte Brühe wurde 24 Stunden lang unter anaeroben Bedingungen bei 37°C bebrütet. Nach der Bebrütung wurde das Wachstum der Bakterien mit einem Spektralphotometer bei 560 nm im Vergleich zu einer nicht angeimpften Kontrollbrühe gemessen.

Quantifizierung der organischen Säure und Bestimmung des pH-Werts: Nach Hoque et al. (2010) wurde die Quantifizierung der von den Isolaten produzierten organischen Säuren und die Bestimmung ihres pH-Wertes durchgeführt. Die mit 10 % Magermilch ergänzte MRS-Bouillon wurde mit 1 % (v/v) oder 100 μl Übernachtkultur der Isolate beimpft und 72 Stunden lang unter anaeroben Bedingungen bei 37 °C bebrütet. Die fermentierten Proben wurden alle 24, 48 und 72 Stunden entnommen und die Flüssigkeiten der geronnenen Milch wurden durch Filtration abgetrennt. Nach der Filtration wurde der pH-Wert der abgetrennten Flüssigkeit mit einem digitalen Elektroden-pH-Meter aufgezeichnet und die Quantifizierung der organischen Säure erfolgte durch Titration mit 0,1 N NaOH unter Verwendung von Phenophthalien als pH-Indikator (Hoque et al., 2010).

Screening der Interferenz mit pathogenen Bakterien: Die antibakteriellen Aktivitäten der isolierten Lactobacillus spp. gegen einige pathogene Bakterien wurden mit der modifizierten Agar-Overlay-Methode bestimmt (Aween et al., 2012). Acht verschiedene humanpathogene Keime, Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae, Escherichia coli und Shigella sonnei wurden in dieser Studie als Testkeime verwendet. Die antibakterielle Aktivität wurde weiter charakterisiert, indem festgestellt wurde, ob sie bakteriostatisch oder bakterientötend ist. Der Test wurde durch Abstrich der Wachstumshemmungszone durchgeführt. Der Abstrich wurde auf eine Nährstoffagarplatte gestreut und 72 Stunden lang aerob bei 37°C bebrütet. Das Vorhandensein von Wachstum in der Nährstoffagarplatte wurde als hemmende Aktivität, d.h. bakteriostatisch, interpretiert, während kein Wachstum als bakterizid interpretiert wurde.

ERGEBNISSE UND DISKUSSION

Identifizierung der Bakterien durch bakteriologische und biochemische Tests: Die vier Isolate wurden in Man, Rogosa und Sharpe (MRS) Medium bei pH 6,5 gezüchtet. Alle Isolate hatten eine kleine, unregelmäßige und runde Form mit einer glänzenden, weißlichen, cremefarbenen oder bräunlichen Färbung, die morphologisch Lactobacillus spp. ähnelten.

Dann wurden alle Isolate unter dem Hellfeldmikroskop untersucht, um ihre mikroskopischen Merkmale zu beobachten. Diese Isolate wurden als grampositive, kurze und mittelgroße stäbchenförmige, nicht sporenbildende Bakterien gefunden (Abb. 1a-d), was darauf hindeutet, dass sie zu Lactobacillus spp. gehören (Thamaraj und Shah, 2003).

Zusätzlich wurden einige biochemische Tests wie Katalasetest, Oxidasetest, Indoltest, Methylrottest (MR), Voges-Proskauer-Test (VP), Zitratverwertungstest und Kohlenhydratfermentationsmuster durchgeführt, wie sie in Bergeys Handbuch der systematischen Bakteriologie (Hensyl, 1994) beschrieben sind.

Die Isolate erwiesen sich als Katalase- und Oxidase-negativ und im IMViC-Test (Indol-, Methyl-Rot-, Voges-Proskauer-, Citratverwertungstest) waren alle Isolate ebenfalls negativ, was bestätigen könnte, dass es sich bei den Isolaten um Lactobacillus spp. handelt (Dhanasekaran et al., 2010).

In dieser Studie waren alle vier Isolate in der Lage, 11 verschiedene Kohlenhydrate zu fermentieren, d.h. Glukose, Saccharose, Fruktose, Laktose, Xylose, Ribose, Galaktose, Maltose, Mannitol, Rhamnose und Dextrose, was darauf hindeutet, dass sie in der Lage sind, in einer Vielzahl von Lebensräumen zu wachsen und verschiedene Arten von Kohlenhydraten zu nutzen. Die zusammengefassten Ergebnisse aller bakteriologischen und biochemischen Tests sind in Tabelle 1 dargestellt. Alle diese Ergebnisse stimmen mit den Erkenntnissen von Chowdhury et al. (2012) überein.

Molekulare Identifizierung durch gattungsspezifische PCR: In dieser Studie verwendeten wir einen gattungsspezifischen Primer, der durch die Analyse von Ähnlichkeiten zwischen den Nukleotidsequenzen der Spacerregion zwischen den 16- und 23S ribosomalen RNA-Genen von Lactobacillus hergestellt wurde (Dubernet et al., 2002). Die Spezifität dieses gattungsspezifischen Primers in Kombination mit einem universellen Primer wurde an 23 Lactobacillus-Stämmen unterschiedlicher Herkunft getestet. Die PCR-Produkte wurden einer Gelelektrophorese in 1%iger Agarose unterzogen und mit einem UV-Transilluminator sichtbar gemacht. Für jede Probe (M1, M2, M3 und S2) wurde eine erwartete scharfe Bande von 200 bp Amplikon gefunden, die der 16-23S rRNA intergenic spacer Region von Lactobacillus spp. entspricht (Dubernet et al., 2002). Somit wurden alle 4 Isolate auf Gattungsebene als Lactobacillus spp. bestätigt. Die Negativkontrolle ohne Template ergab keine Bande, was darauf hindeutet, dass alle 4 PCR-Produkte der Template-DNA entsprachen (Abb. 2).

Analyse der probiotischen Eigenschaften: Probiotische Bakterien produzieren eine Vielzahl von Substanzen mit antibakteriellen Eigenschaften, darunter organische Säuren, H2O2, Bakteriozine, die den bakteriellen Stoffwechsel oder die Toxinproduktion beeinflussen (Rafter, 2003; Rolfe, 2000; Vandenbergh, 1993).

Um dies zu tun, müssen sie in der Lage sein, mit den ungünstigen Bedingungen im Darm wie NaCl und Gallensalz zurechtzukommen.

NaCl-Toleranztest: Das Isolat Lactobacillus spp. aus Joghurts war in der Lage, 1-9% NaCl zu tolerieren. Um die NaCl-Toleranz der Isolate zu bestimmen, wurde die optische Dichte bei 560 nm gemessen und die Daten wurden aufgetragen. Die Isolate M1, M2, M3 und S2 wuchsen gut in 1%iger NaCl-Konzentration. Das maximale Wachstum (OD) der Isolate M1, M2, M3 und S2 wurde in 1 % NaCl bei 1,420, 2,143, 1,662 bzw. 2,207 festgestellt (Abb. 3). Hohe Salztoleranz ist eine wünschenswerte Eigenschaft für Organismen, die als Probiotika verwendet werden sollen.

Es ist bekannt, dass NaCl eine hemmende Substanz ist, die das Wachstum bestimmter Arten von Bakterien hemmen kann. In dieser Studie zeigten die Ergebnisse, dass aus Joghurts isolierte Lactobacillus spp. in der Lage waren, 1-9% NaCl zu tolerieren, und ein optimales Wachstum wurde bei 1-5% NaCl beobachtet (Hoque et al., 2010).

Gallensalztoleranztest: Der isolierte Lactobacillus spp. war in der Lage, in 0,05, 0,1, 0,15 und 0,3% Gallensäure zu überleben. Der isolierte Lactobacillus spp. war auch in der Lage, sich in den oben genannten Konzentrationen von Gallensäure zu vermehren. Die optische Dichte wurde bei 560 nm gemessen und die Daten wurden aufgezeichnet. Alle Isolate wachsen gut in einer Konzentration von 0,05% Gallensäure. Das maximale Wachstum (OD) der Isolate M1, M2, M3 und S2 wurde mit 1,741, 2,213, 1,758 bzw. 2,125 festgestellt. Die Wachstumsrate nahm mit zunehmender Gallensalzkonzentration ab (Abb. 4).

In diesem Experiment wurden 0,05-0,3% der Gallenkonzentration verwendet, die im menschlichen Darmtrakt vorkommen kann, und die maximale Gallenkonzentration, die im gesunden Menschen vorhanden ist, beträgt 0,3% (Graciela und Maruia, 2001). Es wird berichtet, dass vor der Auswahl eines probiotischen Bakteriums für den menschlichen Verzehr dieses für eine Gallenkonzentration von 0,3% verträglich sein muss (Gilliland et al., 1984). Auf der Grundlage der Ergebnisse wird vorgeschlagen, dass diese Stämme möglicherweise als probiotische Organismen verwendet werden können, da alle Isolate resistent und in der Lage waren, in einer Konzentration von 0,3 % Gallensalz zu wachsen.

Bestimmung des optimalen pH-Werts für das Wachstum: Die isolierten Lactobacillus spp. aus Joghurts waren in der Lage, in pH-Bereichen von 4,0-8,0 zu wachsen. Die optische Dichte wurde bei 560 nm gemessen und die Daten wurden aufgezeichnet. Das maximale Wachstum (OD) der Isolate M1, M3 und S2 wurde bei einem pH-Wert von 6,0 mit 2,201, 2,0619 bzw. 2,237 festgestellt, während das maximale Wachstum des Isolats M2 bei einem pH-Wert von 6,5 bei 2,259 lag (Abb. 5). Die Isolate waren in der Lage, bei einem pH-Wert zwischen 4,0 und 8,0 zu wachsen, aber das optimale Wachstum wurde bei einem pH-Wert zwischen 5,0 und 6,5 beobachtet, wenn sie in MRS-Bouillon bei 37°C wuchsen. Aus dieser Studie kann geschlossen werden, dass die Wachstumsrate von Lactobacillus spp. in einem bestimmten Stadium abnimmt, wenn die pH-Konzentration steigt (Chowdhury et al, 2012).

Quantifizierung der organischen Säure und Bestimmung des pH-Wertes: Für die Quantifizierung der organischen Säure wurde die Titrationsmethode verwendet.

Quantifizierung der organischen Säure = V×N×D

wobei V das Volumen der NaOH, N die Stärke der NaOH und D der Verdünnungsfaktor ist. Das Ergebnis der organischen Säureproduktion ist in Tabelle 2 dargestellt.

Diese Studie zeigt, dass die organische Säureproduktion mit der Inkubationszeit zunahm, gleichzeitig aber der pH-Wert des Mediums mit zunehmender Säureproduktion sank. Aus dem Ergebnis (Tabelle 2) geht hervor, dass der höchste Säuregehalt (1,9 %) und der niedrigste pH-Wert (3,64) nach 72 Stunden Inkubation bei 37 °C für die aus Bogra-Joghurt isolierten probiotischen Lactobacillus beobachtet wurden. Andere probiotische Bakterien, die aus Joghurt aus verschiedenen Supermärkten in Chittagong isoliert wurden, wiesen nach 72 Stunden Inkubation den höchsten Säuregrad (1,83, 2,11 und 2,11%) und den niedrigsten pH-Wert (3,9, 3,68 und 3,65) auf.

Es gibt eine geringfügige Variation in der Produktion organischer Säure durch Laktobazillen aufgrund ihrer regionalen Unterschiede, was darauf hinweist, dass diese Isolate leicht klima- und umweltabhängig sind (Hoque et al., 2010).

Screening auf Interferenzen mit pathogenen Bakterien: Probiotika, darunter Lactobacillus, Bifidobacterium und Streptococcus spp., hemmen bekanntermaßen das Wachstum einer Vielzahl von Darmpathogenen beim Menschen. Zusätzlich zu den günstigen Wirkungen gegen Krankheiten, die durch ein Ungleichgewicht der Darmmikroflora verursacht werden, werden von Dunne et al. (2001) und Wollowski et al. (2001) mehrere experimentelle Beobachtungen von Bakterien gegen die Entwicklung von Dickdarmtumoren berichtet.

In dieser Studie wurden die ausgewählten 4 Isolate auf ihre antibakterielle Aktivität gegen verschiedene pathogene Bakterien wie Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae, Escherichia coli und Shigella sonnei untersucht, die mit lebensmittelbedingten Krankheiten in Verbindung gebracht werden. Der Vergleich ihrer Hemmung (in mm) gegen 8 Testpathogene ist in Tabelle 3 dargestellt.

Die experimentellen Ergebnisse zeigten, dass die höchste Hemmungsaktivität des Isolats M1 gegen Bacillus cereus (51,20±1,22 mm) und die niedrigste Hemmungszone (23,46±1,00 mm) gegen Shigella sonnei nach 72 Stunden Inkubation nachgewiesen wurde. Der höchste Durchmesser der Hemmzone von Isolat M2 wurde gegen E. coli (38,43±1,00 mm) und die niedrigste Zone (20,10±1,00 mm) gegen Bacillus megaterium nach 72 Stunden Inkubation gezeigt. In ähnlicher Weise wurde der höchste Durchmesser der Hemmzone von Isolat M3 gegen P. aeruginosa (42,90±1,20 mm) und die niedrigste Zone (17,83±1,10 mm) gegen S. aureus gezeigt. Und schließlich wurde bei Isolat S2 nach 72 Stunden Inkubation die höchste Zone gegen E. coli (43,80±1,20 mm) und die niedrigste Zone (21,63±1,10 mm) gegen S. aureus beobachtet. Die Ergebnisse in Bezug auf Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae und Escherichia coli entsprachen den Ergebnissen von Chowdhury et al. (2012).

In der vorliegenden Studie zeigten die Isolate M1, M2, M3 und S2 zufriedenstellende Ergebnisse hinsichtlich der bakterioziden und bakteriostatischen Aktivität. Das Isolat M1 war bakterizid gegenüber Bacillus megaterium, Vibrio cholera und Shigella sonnei und bakteriostatisch gegenüber Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, P. aeruginosa, S. aureus und E. coli. Isolat M2 war bakterizid für Bacillus cereus, Shigella sonnei und bakteriostatisch für Shigella dysenteriae, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae und Escherichia coli. Isolat M3 war bakterizid gegenüber Shigella dysenteriae, Bacillus megaterium und Staphylococcus aureus und bakteriostatisch gegenüber Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Vibrio cholerae, Escherichia coli und Shigella sonnei und Isolat S2 war bakterizid für Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae und Shigella sonnei und bakteriostatisch für Bacillus megaterium und Escherichia coli.

ZUSAMMENFASSUNG

In dieser Studie wurden die Lactobacillus spp, aus selektiven regionalen Joghurts isoliert und identifiziert. Zur Identifizierung der Bakterien wurden mehrere bakteriologische und biochemische Tests durchgeführt. Außerdem wurde zur Bestätigung der bakteriologischen Identifizierung eine PCR mit gattungsspezifischen Primern (LbLMA-rev) und universellen Primern (Primer R16-1) durchgeführt, die der intergenen 16-23S rRNA-Spacerregion von Lactobacillus spp. entsprechen. Die isolierten Lactobacillus spp. waren in der Lage, hemmende Substanzen wie NaCl (1-9%) und Gallensalz (0,05-0,3%) zu tolerieren und auch unter alkalischen Bedingungen (pH 8,0) zu überleben. Alle diese Isolate (M1, M2, M3 und S2) waren in der Lage, Kohlenhydrate wie Glukose, Xylose, Saccharose, Fruktose, Galaktose, Laktose, Maltose, Ribose, Rhamnose, Mannitol und Dextrose zu verwerten. Außerdem war der isolierte Lactobacillus spp. aus allen 4 Isolaten (M1, M2, M3 und S2) in der Lage, organische Säure in der Milch zu produzieren. Diese Untersuchung deutet darauf hin, dass die Produktion organischer Säuren durch Lactobacillus aufgrund regionaler Unterschiede geringfügig variiert. Die antibakteriellen Aktivitäten aller vier Isolate (M1, M2, M3 und S2) gegen acht gängige humanpathogene Bakterien waren zufriedenstellend, und die Isolate produzieren extrazellulär Bakteriozine. Ein Probiotikum muss in der Lage sein, pathogene Organismen zu hemmen, und sollte in der Lage sein, die rauen Bedingungen des menschlichen Darms wie hohen Salzgehalt, niedrigen pH-Wert und hohe Gallensalzkonzentration zu tolerieren. Alle isolierten Lactobacillus spp. erfüllten diese Kriterien und können daher als potenzielle Probiotika für die menschliche Gesundheit betrachtet werden.