INLEIDING

Yoghurt is een zuivelproduct dat wordt bereid door fermentatie van melk met Lactobacillus spp. Tegenwoordig worden de therapeutische, profylactische en nutritionele eigenschappen van yoghurt algemeen aanvaard (Boor, 2001). Wanneer probiotica in voldoende hoeveelheden worden toegediend, hebben zij een gunstige invloed op de gezondheid van de gastheer en op het microbiële evenwicht (Fuller, 1989; Guarner et al., 2005). Probiotica zijn dus levende, niet-pathogene, vriendelijke micro-organismen die een gunstige rol spelen in de microflora van de gastheer (Schrezenmeir en de Vrese, 2001). Melkzuurbacteriën (LAB) vormen de belangrijkste probiotische groep van micro-organismen, met name Lactobacillus sp., Bifidobacterium sp. en Enterococcous sp. (Klein et al., 1998). De voedingswaarde en therapeutische kwaliteiten van melkproducten worden bepaald door probiotische micro-organismen (Boor, 2001).

Yoghurt is een potentiële bron van probiotische Lactobacillus spp. Yoghurt staat ook bekend als het rijkste probiotische besmettende voedsel. De voedingswaarde van melkproduct wordt verhoogd door probiotische micro-organismen en metabolieten geproduceerd als gevolg van fermentatie. Regelmatige inname van yoghurt vermindert het overtollige vet van de lever en verbetert de afscheiding ervan. Het is ook noodzakelijk voor mensen die lijden aan hartaandoeningen, atherosclerose, hypertensie en ontstekingen. Maagsap dat wordt afgescheiden door de werking van yoghurt leidt tot een hoge spijsverteringscapaciteit. Het gunstige effect van probiotische micro-organismen, met name Lactobacillus sp., die voorkomt in melkproducten die bewijsmateriaal gerapporteerd bovendien, veel onderzoekers bestudeerde de effecten van probiotische micro-organismen tegen pathogene organismen met behulp van verschillende methode (Mercenier et al., 2003).

Lactobacillen zijn leden van de melkzuurbacteriën waarvan de primaire fermentatie eindproduct is melkzuur. Het zijn commercieel belangrijke bacteriën met een grote verscheidenheid aan toepassingen in zowel de voedings- als de niet-voedingsindustrie dankzij hun “Generally Recognized As Safe” (GRAS) status. Lactobacillen zijn uitgebreid bestudeerd op hun moleculaire biologie om hun specifieke heilzame eigenschappen te verbeteren (Pouwels en Leer, 1993).

Het werkingsmechanisme van probiotica is gebaseerd op het vermogen van probiotische bacteriën om ziekteverwekkers in het darmepitheelweefsel te binden. De antipathogene werking van probiotica bestaat uit de productie van melkzuur dat de pH verlaagt, een interactie aangaat met de toxinen geproduceerd door pathogenen met de productie van waterstofperoxide en de synthese bacteriocine (Corcionivoschi et al., 2010).

Een effectief probiotisch product vereist een juiste identificatie en karakterisering van een gebruikte bacteriesoort. De selectie van probiotische organismen die therapeutisch en nutritioneel nuttig kunnen zijn, zou gebaseerd zijn op specifieke eigenschappen (Fuller, 1989; Quewand en Vesterlund, 2004).

Het doel van dit onderzoek was het verzamelen van yoghurt uit verschillende regio’s van Bangladesh en identificatie van lactobacillen door bacteriologische en genus specifieke PCR en analyse van hun probiotische eigenschappen als gevolg van de interferentie met pathogene bacteriële groei.

MATERIALEN EN METHODEN

Het verzamelen van monsters en isolatie van melkzuurbacteriën (LAB): Twee soorten yoghurt monsters werden verzameld uit verschillende superstores van Chittagong en Bogra stad in Bangladesh die zuur (monster M1, M2 en M3) en zoet (monster S2) in smaak waren. De monsters werden onmiddellijk na verzameling aseptisch bewaard in een koelkast bij lage temperatuur (4°C) om besmetting en bederf te voorkomen. De Lactobacillus spp. werd geïsoleerd uit yoghurtmonsters door passende verdunningen met 0,9% zoutoplossing. De MRS (Man, Rogosa en Sharpe) bouillon en MRS (Man, Rogosa en Sharpe) agar media werden gebruikt voor de groei van het organisme. De pH van de media werd op 6,5 gebracht. De platen werden gedurende 48 uur aëroob geïncubeerd bij 37°C. Tenslotte werden de afzonderlijke kolonies van Lactobacillus geïsoleerd door hun koloniemorfologie en enkele biochemische tests zoals gramkleuring, katalase en oxidasetest te observeren. Goed geïsoleerde kolonies werden verzameld en overgebracht naar MRS bouillon voor verrijking van Lactobacillus bij 37°C.

Identificatie van melkzuurbacteriën (LAB) door bacteriologische analyse: De identificatie werd uitgevoerd volgens de methoden beschreven in Bergeys handboek voor systemische bacteriologie. Zonder gebruik te maken van anaerobe omstandigheden groeiden alle stammen goed op MRS agar bij 37°C gedurende 48 uur voor selectieve uitgroei van lactobacillen. Uit geschikte verdunningen werd één representatieve kolonie genomen en voorlopig geïdentificeerd als lactobacillen na Gram-kleuringreactie, kolonieverschijning, celmorfologie, catalasetest, oxidasetest, indolentest, methylroodtest, voges-proskauertest, citraatgebruikstest en koolhydraatfermentatiepatronen zoals omschreven in Bergeys handboek (Hensyl, 1994).

DNA-extractie van isolaten: DNA werd geëxtraheerd uit 4 monsters geïsoleerd uit yoghurt volgens de klassieke warmte-dooimethode (Salehi et al., 2005). Zuivere bacteriecultuur van MRS agar slant werd ondergekweekt in MRS bouillon medium waaruit 1,5 mL bouilloncultuur werd genomen in eppendorf buisjes en gecentrifugeerd bij 10.000 rpm gedurende 5 min. Daarna werd het supernatant weggegooid en de pellet werd verzameld. Ongeveer 200 μL geautoclaveerd gedeïoniseerd water werd toegevoegd aan de pellet en opgelost door met de vinger te schudden. De dop van de eppendorf buis werd doorboord met een steriele naald en vervolgens werd de buis gekookt in een waterbad van 100 ° C gedurende 10 minuten. Net na het koken, werd de eppendorf buis gehouden in ijs gedurende 10 minuten en vervolgens gecentrifugeerd bij 10.000 rpm gedurende 10 minuten. Vervolgens werd 100-150 ul supernatant met bacterieel chromosomaal DNA verzameld.

Geslachtspecifieke PCR amplificatie: Om de verwantschap tot op genusniveau van alle 4 isolaten te bepalen, werd PCR uitgevoerd met Lactobacillus genus-specifieke primerset LbLMA1-rev (5′-CTCAA AACTAAACAAAGTTTC-3′) en R16-1 (5′-CTTGTACACCG CCCGTCA-3′) ontworpen door Dubernet et al. (2002). De PCR-analyse werd uitgevoerd op basis van 16-23S ribosomaal RNA intergenic spacer regio zoals eerder beschreven (Dubernet et al., 2002).

Het reactiemengsel (20 pi) bevatte 1 pi (100 ng μL1) van elke primer toegevoegd met 10 pi 10× PCR Master Mix, 6 pi PCR water en 2 pi template. De runconditie was initiële denaturatie bij 95°C gedurende 5 min, gevolgd door 30 cycli bestaande uit denaturatie bij 95°C gedurende 30 sec, annealing bij 55°C gedurende 30 sec, extensie bij 72°C gedurende 30 sec en een laatste extensiestap van 7 min bij 72°C. De producten werden tot de analyse bij 4°C bewaard. De geamplificeerde producten werden onderworpen aan elektroforese in 1% agarose gels in TAE buffer (40 mM Tris acetaat, 1 mM EDTA, pH 8.2). De gels werden gekleurd met ethidiumbromide (5 μg mL1) en gevisualiseerd onder UV-transilluminator (Biometra GmBH, Duitsland).

Analyse van de probiotische eigenschappen: De probiotische kenmerken werden bepaald door de volgende tests te analyseren.

NaCl-tolerantietest: Voor de bepaling van NaCl-tolerantie werden geïsoleerde Lactobacillen gekweekt in MRS-bouillon met negen reageerbuisjes die waren aangepast met verschillende concentraties NaCl (1-9%). Na autoclaveren gedurende 15 min in 15 Ibs druk bij 121°C, werd elke reageerbuis geënt met 10 μL nachtcultuur van Lactobacillus en gedurende 24 uur anaëroob geïncubeerd bij 37°C. Na 24 uur incubatie werd de bacteriegroei gemeten met een spectrofotometer bij 560 nm (Graciela en Maruia, 2001).

Tolerantietest voor galzout: De groeisnelheid van bacteriële culturen werd bepaald in MRS-bouillon met verschillende gehaltes (0,05, 0,1, 0,15, 0,3 en 0,5%) galzouten. Vers bereide culturen werden in het medium geënt (1%) en gedurende 24 uur onder anaërobe omstandigheden bij 37°C geïncubeerd. Vervolgens werd de optische dichtheid van elk monster gemeten met een spectrofotometer bij 560 nm (Graciela and Maruia, 2001).

Bepaling van de optimale pH voor groei: Voor de bepaling van de optimale pH voor groei werd 100 μL verse Lactobacillus-nachtcultuur geënt in MRS-bouillon bevattende reageerbuisjes met variërende pH variërend van 4,0, 4,5, 5,0, 5,5, 6,0, 6,5, 7,0, 7,5 en 8,0. Om het effect van de pH op de groei te bepalen werden acetaatbuffer (pH -4, 4,5, 5, 5,5, 6, 6,5), Tris-HCl buffer (pH-7) en boraatbuffer (pH-8) gebruikt. De geïnoculeerde bouillon werd gedurende 24 uur bij 37°C in anaërobe omstandigheden geïncubeerd. Na incubatie werd de groei van de bacteriën gemeten met een spectrofotometer bij 560 nm ten opzichte van niet-geïnoculeerde controlebouillon.

Kwantificering van organisch zuur en bepaling pH-waarde: Volgens Hoque et al. (2010) werden kwantificering van organische zuren geproduceerd door de isolaten en bepaling van hun pH-waarde uitgevoerd. De MRS-bouillon aangevuld met 10% magere melk werd geënt met 1% (v/v) of 100 μL nachtcultuur van de isolaten en geïncubeerd in anaerobe toestand bij 37°C gedurende 72 uur. Gefermenteerde monsters werden om de 24, 48 en 72 uur verzameld en de vloeistoffen van gestremde melk werden gescheiden door filtratie. Na filtratie werd de pH van de afgescheiden vloeistof gemeten met een digitale pH-meter met elektrode en de kwantificering van organisch zuur gebeurde door titratie met 0,1 N NaOH met fenofthalien als pH-indicator (Hoque et al., 2010).

Screening van interferentie met pathogene bacteriën: De antibacteriële activiteiten van de geïsoleerde Lactobacillus spp, tegen een aantal pathogene bacteriën werden bepaald door gemodificeerde agar overlay methode (Aween et al., 2012). Acht verschillende humane pathogenen, Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae, Escherichia coli en Shigella sonnei werden in deze studie gebruikt als testpathogeen. De antibacteriële activiteit werd verder gekarakteriseerd door te bepalen of deze bacteriostatisch of bactericide was. De test werd uitgevoerd door een uitstrijkje te maken van de groeiremmingszone. Het wattenstaafje werd op een voedingsagarplaatje gestreken en gedurende 72 uur aeroob bij 37°C geïncubeerd. De aanwezigheid van groei op het voedingsagarplaatje werd geïnterpreteerd als een remmende activiteit, d.w.z. bacteriostatisch, terwijl geen groei werd geïnterpreteerd als bactericide.

RESULTATEN EN DISCUSSIE

Identificatie van de bacteriën door bacteriologische en biochemische tests: De vier isolaten werden gekweekt in Man, Rogosa en Sharpe (MRS) medium bij pH 6,5. Alle isolaten waren klein, onregelmatig en rond van vorm met een glanzende witachtige crème of bruinachtige kleur die morfologisch vergelijkbaar waren met Lactobacillus spp.

Daarna werden alle isolaten onderzocht onder een helderveld microscoop om hun microscopische kenmerken te observeren. Deze isolaten bleken grampositieve, korte en middellange staafvormige niet sporenvormende bacteriën te zijn (Fig. 1a-d), wat aangeeft dat ze lid zijn van Lactobacillus spp. (Thamaraj and Shah, 2003).

Daarnaast werden enkele biochemische testen zoals catalasetest, oxidasetest, indooltest, Methyl Red (MR) test, Voges Proskauer (VP) test, citraatgebruikstest en koolhydraatfermentatiepatronen uitgevoerd zoals omschreven in Bergeys handboek systematische bacteriologie (Hensyl, 1994).

De isolaten werden catalase- en oxidase-negatief bevonden en in IMViC-tests (indool, methylrood, voges proskauar, citraatbenutting) werden alle isolaten ook negatief bevonden, waardoor dit zou kunnen bevestigen dat de isolaten Lactobacillus spp. waren (Dhanasekaran et al., In deze studie waren alle vier isolaten in staat om 11 verschillende koolhydraten te fermenteren, d.w.z. glucose, sucrose, fructose, lactose, xylose, ribose, galactose, maltose, mannitol, rhamnose en dextrose, wat aangeeft dat ze in staat zijn om in verschillende habitats te groeien, gebruikmakend van verschillende soorten koolhydraten. De samenvattende resultaten van alle bacteriologische en biochemische tests zijn weergegeven in tabel 1. Al deze resultaten zijn relevant bevonden voor de bevindingen van Chowdhury et al. (2012).

Moleculaire identificatie door genus-specifieke PCR: In deze studie hebben we een genus-specifieke primer gebruikt die bereid is door het analyseren van overeenkomsten tussen de nucleotidesequenties van de spacer-regio tussen de 16 en 23S ribosomaal RNA-genen van Lactobacillus (Dubernet et al., 2002). De specificiteit van deze genus-specifieke primer in combinatie met een universele primer werd getest tegen 23 stammen van Lactobacillus van uiteenlopende oorsprong. De PCR-producten werden door gelelektroforese gehaald in 1% agarose en gevisualiseerd met een UV-transilluminator. Voor elk monster (M1, M2, M3 en S2) werd een verwachte scherpe band van 200 bp amplicon gevonden, die overeenkomt met de 16-23S rRNA intergenic spacer regio van Lactobacillus spp. (Dubernet et al., 2002). Aldus werden alle 4 isolaten op genusniveau bevestigd als Lactobacillus spp. De negatieve controle zonder enig sjabloon gaf geen enkele band, wat suggereert dat alle 4 PCR-producten overeenkwamen met het sjabloon-DNA (Fig. 2).

Analyse van probiotische eigenschappen: Probiotische bacteriën produceren een verscheidenheid aan stoffen met antibacteriële eigenschappen, waaronder organisch zuur, H2O2, bacteriocines die het bacteriële metabolisme beïnvloeden of toxine productie (Rafter, 2003; Rolfe, 2000; Vandenbergh, 1993).

Om dit te kunnen doen, moeten ze bestand zijn tegen de ongunstige omstandigheden in de darm zoals NaCl en galzout.

NaCl tolerantietest: Het isolaat Lactobacillus spp., uit yoghurts was in staat om 1-9% NaCl te tolereren. Om de NaCl-tolerantie van de isolaten te bepalen, werd de optische dichtheid gemeten bij 560 nm en werden de gegevens uitgezet. De isolaten M1, M2, M3 en S2 groeiden goed in 1% NaCl-concentratie. De maximale groei (OD) van isolaten M1, M2, M3 en S2 werd respectievelijk 1,420, 2,143, 1,662 en 2,207 gevonden in 1% NaCl (Fig. 3). Hoge zouttolerantie is een wenselijke eigenschap voor organismen die als probiotica moeten worden gebruikt.

Het is bekend dat NaCl een remmende stof is die de groei van bepaalde soorten bacteriën kan remmen. In deze studie toonden de resultaten aan dat Lactobacillus spp., geïsoleerd uit yoghurts in staat waren om 1-9% NaCl te tolereren en optimale groei werd waargenomen bij 1-5% NaCl (Hoque et al., 2010).

Tolerantietest voor galzout: Geïsoleerde Lactobacillus spp, was in staat om te overleven in 0,05, 0,1, 0,15 en 0,3% galzuur. De geïsoleerde Lactobacillus spp. was ook in staat zich te vermenigvuldigen in bovengenoemde concentraties galzuur. De optische dichtheid werd gemeten bij 560 nm en de gegevens werden uitgezet. Alle isolaten groeien goed in 0,05% galzoutconcentratie. De maximale groei (OD) van isolaten M1, M2, M3 en S2 werd respectievelijk 1,741, 2,213, 1,758 en 2,125 gevonden. De groeisnelheid nam af naarmate de concentratie galzout toenam (Fig. 4).

In dit experiment werd 0,05-0,3% galconcentratie gebruikt die in het menselijk darmkanaal kan worden aangetroffen en de maximale concentratie gal die in de gezonde mens aanwezig is, bedraagt 0,3% (Graciela and Maruia, 2001). Voordat een probiotische bacterie voor menselijke consumptie wordt geselecteerd, moet deze verdraagbaar zijn tegen een galconcentratie van 0,3% (Gilliland et al., 1984). Op basis van het resultaat wordt gesuggereerd dat deze stammen mogelijk als probiotisch organisme kunnen worden gebruikt, omdat alle isolaten resistent waren en in staat om te groeien in 0,3% galzoutconcentratie.

Bepaling van de optimale pH voor groei: De geïsoleerde Lactobacillus spp., uit yoghurts was in staat om te groeien tot pH-bereiken van 4,0-8,0. De optische dichtheid werd gemeten bij 560 nm en de gegevens werden uitgezet. De maximale groei (OD) van isolaten M1, M3 en S2 werd respectievelijk 2,201, 2,0619 en 2,237 gevonden bij pH 6,0 terwijl de maximale groei van isolaat M2 2,259 was bij pH 6,5 (Fig. 5). De isolaten konden groeien bij een pH tussen 4,0 en 8,0 maar de optimale groei werd waargenomen bij een pH tussen 5,0 en 6,5 wanneer gekweekt in MRS-bouillon bij 37°C. Uit deze studie kan worden geconcludeerd dat de groeisnelheid van Lactobacillus spp., in een bepaald stadium afneemt wanneer de pH-concentratie toeneemt (Chowdhury et al., 2012).

Kwantificering van organisch zuur en bepaling van pH-waarde: Voor de kwantificering van organisch zuur werd de titratiemethode gebruikt.

Kwantificering van organisch zuur = V×N×D

waarbij, V het volume NaOH is, N de sterkte van NaOH en D de verdunningsfactor. Het resultaat van de organische zuurproductie is weergegeven in tabel 2.

Deze studie geeft aan dat de organische zuurproductie toenam met de incubatietijd, maar tegelijkertijd daalde de pH van de media met de toenemende zuurproductie. Uit het resultaat (Tabel 2) blijkt dat de hoogste zuurgraad (1,9%) en laagste pH 3,64 werd waargenomen na 72 uur incubatie bij 37°C voor probiotische Lactobacillus geïsoleerd uit Bogra yoghurt. Andere probiotische bacteriën geïsoleerd uit yoghurt van verschillende supermarkten van Chittagong toonden de hoogste zuurgraad 1.83, 2.11 en 2.11% en de laagste pH 3.9, 3.68 en 3.65, respectievelijk na 72 uur incubatie.

Er is een kleine variatie in de organische zuurproductie door lactobacillen als gevolg van hun regionale verschillen, wat erop wijst dat deze isolaten enigszins klimaat- en omgevingsafhankelijk zijn (Hoque et al, 2010).

Screening van interferentie met pathogene bacteriën: Van probiotica, waaronder Lactobacillus, Bifidobacterium en Streptococcus spp., is bekend dat ze remmend werken op de groei van een breed scala aan intestinale pathogenen bij de mens. Naast de gunstige effecten tegen ziekte veroorzaakt door een verstoring van het evenwicht van de darmmicroflora worden verschillende experimentele waarnemingen van bacteriën tegen de ontwikkeling van darmtumoren gerapporteerd door Dunne et al. (2001) en Wollowski et al. (2001).

In deze studie werden de 4 geselecteerde isolaten onderzocht op hun antibacteriële activiteit tegen verschillende pathogene bacteriën zoals Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae, Escherichia coli en Shigella sonnei die in verband worden gebracht met door voedsel overgedragen ziekten. De vergelijking van hun remming (in mm) tegen 8 test pathogenen wordt getoond in Tabel 3.

De experimentele resultaten toonden aan dat de hoogste remmende activiteit van isolaat M1 werd aangetoond tegen Bacillus cereus (51,20±1,22 mm) en de laagste remmingszone was (23,46±1,00 mm) tegen Shigella sonnei na 72 uur incubatie. De hoogste diameter van de remmingszone van isolaat M2 werd aangetroffen tegen E. coli (38,43±1,00 mm) en de laagste zone (20,10±1,00 mm) tegen Bacillus megaterium na 72 uur incubatie. Evenzo werd de hoogste diameter van de remmingszone van isolaat M3 aangetroffen tegen P. aeruginosa (42,90±1,20 mm) en de laagste zone (17,83±1,10 mm) tegen S. aureus. En tenslotte, in isolaat S2, werd de hoogste zone waargenomen tegen E. coli (43.80±1.20 mm) en de laagste zone (21.63±1.10 mm) tegen S. aureus na 72 uur incubatie. De resultaten met betrekking tot Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae en Escherichia coli werden relevant bevonden voor de bevindingen van Chowdhury et al. (2012).

In de huidige studie vertoonden de isolaten M1, M2, M3 en S2 bevredigende resultaten met betrekking tot bacteriocidale en bacteriostatische activiteit. Isolaat M1 was bactericide voor Bacillus megaterium, Vibrio cholera, Shigella sonnei en bacteriostatisch voor Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, P. aeruginosa, S. aureus en E. coli. Isolaat M2 was bactericide voor Bacillus cereus, Shigella sonnei en bacteriostatisch voor Shigella dysenteriae, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus megaterium, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae en Escherichia coli. Isolaat M3 was bactericide voor Shigella dysenteriae, Bacillus megaterium en Staphylococcus aureus en bacteriostatisch voor Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Vibrio cholerae, Escherichia coli en Shigella sonnei en isolaat S2 was bactericide tegen Shigella dysenteriae, Bacillus cereus, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae en Shigella sonnei en bacteriostatisch tegen Bacillus megaterium en Escherichia coli.

CONCLUSIE

In deze studie werden de Lactobacillus spp, uit selectieve regionale yoghurts geïsoleerd en geïdentificeerd. Voor de identificatie van de bacteriën werden verschillende bacteriologische en biochemische testen uitgevoerd. Daarnaast werd een PCR uitgevoerd met de genus-specifieke primers (LbLMA-rev) en universele (primer R16-1) die overeenkomen met de 16-23S rRNA intergenic spacer regio van Lactobacillus spp., om de bacteriologische identificatie te bevestigen. De geïsoleerde Lactobacillus spp. verdroegen remmende stoffen zoals NaCl (1-9%) en galzout (0,05-0,3%) en konden ook overleven in alkalische omstandigheden (pH 8,0). Al deze isolaten (M1, M2, M3 en S2) waren in staat om koolhydraten zoals glucose, xylose, sucrose, fructose, galactose, lactose, maltose, ribose, rhamnose, mannitol en dextrose te gebruiken. Bovendien was de geïsoleerde Lactobacillus spp., van alle 4 isolaten (M1, M2, M3 en S2) in staat om organisch zuur in melk te produceren. Dit onderzoek wijst erop dat er een kleine variatie is in de productie van organisch zuur door Lactobacillus als gevolg van hun regionale variatie. De aanwezigheid van antibacteriële activiteiten van alle 4 isolaten (M1, M2, M3 en S2) tegen acht veel voorkomende humane pathogene bacteriën werd bevredigend bevonden en de isolaten produceren extra cellulair bacteriocine. Een probioticum moet in staat zijn pathogene organismen te remmen en moet de zware omstandigheden van de menselijke darm kunnen verdragen, zoals een hoog zoutgehalte, een lage pH en een hoge galzoutconcentratie. Alle geïsoleerde Lactobacillus spp. voldeden aan deze criteria en kunnen dus beschouwd worden als een potentieel probioticum voor de menselijke gezondheid.